D'après Beugnet et al. Abrégé de Parasitologie clinique du chien et du chat, 2021

Sédimentation simple - Technique de Telemann–Rivas (concentration diphasique) - Technique de Baermann

Sédimentation simple

La sédimentation est une technique utilisée pour mettre en évidence des œufs ou kystes trop denses pour flotter dans les solutions de flottaison courantes, ou qui seraient trop déformés par la solution de flottaison. Le mode opératoire suivant est le plus fréquemment utilisé :

  • Dix grammes de fèces sont dilués dans 100 mL d’eau et placés dans un bécher ou un autre récipient.
  • Le mélange d’eau et de fèces est filtré au travers d’une double couche de compresses ou de gaze, ou d'une passoire à thé. Il est conseillé d’utiliser un récipient conique de 250 mL (hauteur = 18 cm) ou un bécher de 500 mL (hauteur = 12 cm) pour récupérer le filtrat.
  • Après avoir laissé le mélange reposer pendant 20–30 minutes à 1 heure, le surnageant est éliminé. De l’eau est ajoutée pour rétablir le niveau initial et le sédiment remis en suspension avant d’attendre à nouveau 20-30 minutes. Le surnageant est alors éliminé, puis le sédiment est retiré et déposé dans une boîte de Pétri pour être examiné.
  • Quelques gouttes du mélange restant peuvent également être déposées entre lame et lamelle et examinées au microscope.

Avantages

La sédimentation permet la détection des œufs qui sont trop lourds pour flotter facilement ou trop fragiles pour être concentrés par flottation. Cette méthode est essentiellement employée pour mettre en évidence les œufs de trématodes et de certains nématodes.

De plus, l’analyse porte sur un volume important de fèces.

Inconvénients

Cette méthode nécessite plus de temps (en l’absence de centrifugation).

Technique de Telemann–Rivas (concentration diphasique)

La technique de Telemann concentre les œufs, kystes et larves dans les échantillons à forte teneur en lipides.

En résumé, environ 1 g de fèces est déposé dans un bécher et délayé dans 5 mL d’acide chlorhydrique (15 %) ou de formol. La solution est homogénéisée. La suspension est ensuite filtrée au travers d'une double couche de gaze et transférée dans un tube à centrifuger de 15 mL. Un volume équivalent d’éther ou d’acétate d’éthyl est alors ajouté et le tube fermé, puis agité vigoureusement et centrifugé à 170 g pendant 1 minute. Quatre phases peuvent être observées après la centrifugation : 1) éther ; 2) bouchon de débris fécaux ; 3) acide ou formol ; 4) sédiment contenant les élément parasitaire.

Le tube est placé à l’horizontale et les couches supérieures éliminées pour ne garder que le sédiment (culot). Les parois du tube sont nettoyées avec un coton-tige. Enfin, quelques gouttes du sédiment sont montées entre lame et lamelle pour être examinées au microscope.

Avantages

Cette technique est intéressante pour les échantillons très concentrés en lipides. Elle est donc intéressante pour les carnivores et les omnivores.

Inconvénients

Elle prend un certain temps et nécessite l’emploi de solvants toxiques.

Technique de Baermann

Cette technique est employée pour isoler les larves dans des échantillons de fèces. Elle repose sur le principe de migration des larves des fèces vers l’eau qui les attire. Les larves s’accumulent au fond du récipient où elles sont retrouvées. Un équipement est requis pour maintenir l'échantillon de fèces dans l’eau afin que les larves puissent migrer et être récoltées.

La technique est la suivante :

  • Mettre de l’eau tiède (à environ 25 °C) dans un entonnoir en verre dont l’extrémité est reliée à un tube en caoutchouc fermé par un robinet ou une pince. Au moins 5 g de fèces sont enveloppés dans une double couche de compresses ou de gaze et déposés dans l’eau de l’entonnoir.
  • Un support (tamis ou passoire) est positionné dans l’entonnoir et les fèces enveloppées de gaze y sont déposées.
  • Après avoir attendu au moins 12 heures, la pince est retirée (ou le robinet ouvert) et les dix premiers mL de liquide sont recueillis dans un tube à centrifuger.
  • Après une centrifugation à 170 g pendant au moins 3 minutes, le surnageant est éliminé et le sédiment examiné.

Pour être identifiées, les larves doivent souvent être tuées en position étendue. Pour ce faire, il suffit de réchauffer la goutte d’eau avant d’appliquer la lamelle. Une autre solution consiste à déposer une goutte de solution de lugol sur le bord de la lamelle. Le lugol détend et colore les larves.

La faible mobilité de certaines larves peut être problématique. Il est donc fondamental d’utiliser des selles fraîches. L'inclinaison de la paroi de l’entonnoir peut également être un obstacle. Des entonnoirs modifiés, aux parois verticales, ont été développés pour y remédier. Il s’agit de la méthode de référence pour détecter les larves de strongles respiratoires.

Avantages

Les larves récoltées ne sont pas déformées car aucun liquide de flottation n’est requis. Elles sont donc plus facilement identifiées.

Inconvénients

Si les larves contenues dans l'échantillon sont mortes ou moribondes, les résultats seront très probablement négatifs. De plus, les résultats sont rarement obtenus le jour même car la préparation doit reposer au moins 12 heures.